2019年，美国Steven Henikoff实验室成功研发CUT&Tag技术。作为全基因组水平的DNA-蛋白质互作研究方法，CUT&Tag的技术核心是运用连接有刀豆蛋白的磁珠结合细胞膜或细胞核，通过抗体将Protein A/G-Tn5转座酶融合蛋白靶向带到目标蛋白附近进行染色质切割。
CUT&Tag的实验时间短，实验过程未对细胞核和染色质进行物理性的破坏，整个操作过程相当“温和”。因此CUT&Tag的背景噪音数据非常少，信噪比高，对起始细胞量的要求大幅减少，操作简单且数据可重复性好，更加专注于活跃的染色质位点和转录因子结合位点，备受表观遗传领域研究者的关注。目前已广泛应用于动植物的基础机制研究，并在逐步拓展至农业和医学转化。
对于起始细胞量的要求，CUT&Tag自带“低起始量光环”，研发者指出针对组蛋白，可低至100个细胞；针对转录因子，可低至1000个细胞，并且数据质量都很好，不同细胞起始量的结果也较稳定。
2021年，武汉大学梁凯威/房萍萍课题组进一步优化实验，在Science Advances发表了适用于检测R-loop结构的CUT&Tag。R-loop CUT&Tag实验使用S9.6抗体来识别R-loop，再使用pA/G-Tn5融合蛋白与抗体结合并特异性“切割”R-loop，回收DNA进行链置换后即可扩增完成文库构建。相比其它技术，R-loop CUT&Tag无需交联、超声、限制性酶切、转基因细胞系构建等复杂步骤，最快仅需1天时间，细胞量要求更少。数据结果富集好，背景低，更灵敏。
R-loop CUT&Tag实验流程（Wang, et al. 2021, Science Advances.）
1.确定基因组上组蛋白修饰出现的位置
2.确定蛋白质复合体及其它反式因子、以及R-loop三链结构在基因组上结合位点的精确定位
3.确定CTCF结构蛋白、转录因子和其他染色质相关蛋白如何影响表型
4.联合Hi-C/ATAC-seq/RNA-seq多组学数据，揭示影响基因表达的调控网络
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